内容发布更新时间 : 2025/11/21 7:14:24星期一 下面是文章的全部内容请认真阅读。
得冷冻干燥时间长，如果量不大直接用沉淀的方法浓缩就可以了。浓缩的目的是使体积小这样快，而体积很大的话冷冻干燥慢，如果你的冷冻干燥机的真空、泵很好，那么体积大也没有关系，但是要保证你的液体的高度别超过2cm那其实也是很快的，所以关键看你样品的体积和你机器的好坏了。
可以试一下下面这个简单的办法：直接向要浓缩的蛋白质样品中加入sephadex G25干粉，待干粉吸水后离心取上清即可，这样离子强度保持不变，又达到了浓缩的目的
我是用双蒸水进行除盐的，就是在刚开始的时候要多换几次双蒸水，一般24小时就可以了。楼上占战友们所说的millipore的超滤离心管我本来想买的，但考虑到价格的问题就放弃了。将样品放在透析袋中，注意留出一半的容积，（以免水将透析袋涨破）24小时后将透析袋放入20%的分子量为10000的聚乙二醇中，一般几个小时就可以了。我买的是进口分装的PEG，感觉不错。希望能对你有所帮助。
三氯乙酸沉淀可能会使蛋白变性的，那么再用PBS或别的缓冲液都难溶解，所以我觉得如果要想保持蛋白的活性还是别用这样的方法。电泳样品当然可以，但是要注意你的样品用缓冲液难溶解，可以直接加电泳上样缓冲液就可以了，没有必要再用PBS溶解。
三氯乙酸沉淀后，样品要用丙酮洗，然后要吹干，然后可以重新溶解
般可以将样品放入透析袋，再将周围撒多点PEG20000，半天能够浓缩10倍以上
如果打算用PEG的话，要选择好PEG的型号，某型号透析袋透过分子量的大小，还好考虑你的目的蛋白分子量的大小。我用过PEG2000，回收很方便。它的熔点很低，大约只有50度。就现在的天气，把它平铺在磁盘里，自然干燥就行了。
不建议大家选用太小分子量的Peg， 要根据透析带来选择， 我一般是选用透析膜能通过分子量的两倍以上的Peg， 如果大家只用来做Western ， 用蔗糖就行了。
1)我们在做sds-page的时候，样品的浓缩是用1M的三氯乙酸，离心以后再加丙酮进行清洗，把三氯乙酸除去，如果三氯乙酸没有除干净的话，样品加了LOADING BUFFER以后会变成黄色，不知道你有没有出现这种现象？个人认为秀芬兰旁边的黑糊糊的一团东西可能是样品中的一些小分子的物质。
2）有的样品处理过程一样，但宽窄不一，原因可能是样品中的盐浓度不一致，盐浓度过高会显著影响蛋白质的电泳，使蛋白质条带明显变宽，有时还会成微笑状。 我的经验与老兄不同:
1.胶中蛋白条带宽窄不一原因是:因为蛋白结合电荷量不同!即所加样品中蛋白含量不同! 2.盐浓度过高不会显著影响蛋白质的电泳.我用硫酸铵分级沉淀时蛋白未透析.sds-page蛋白
条带没有变化!你可做个对照看一下!
取待浓缩样品 1mL，加入100 uL三氯醋酸，振荡混匀后于 4oC静置 30后离心（10000X10 min), 去除上清,沉淀中加入1mL acetone(-20oC预冷) ，剧烈振荡混匀后. 10000rpm X5 min,此步可以重复一次以保证三氯醋酸可以完全除去，最后将管子在室温放置30分钟干燥后溶解于缓冲液中电泳分析。如果不是预冷的丙酮，可以在低温冰箱中静置10分钟即可。
看到大家在论坛上经常讨论这个问题，我也凑凑热闹！
关于TCA沉淀蛋白作为SDS－PAGE上样的准备在本论坛的贴子很多，各种各样的protocols都有，不过总结来说都是含两个方面，一是TCA沉淀，二是用丙酮洗去残留的TCA！也许是大家做上游做的多了，对于这个不太熟悉；也许是大家提供的方案太多，仔细看都不太相同，乱了思绪，我也提提我的看法，希望能理清思绪！
TCA沉淀蛋白的方法据我所知，最早是lowry于1951年发表在JBC上的一篇题为“PROTEIN MEASUREMENT WITH THE FOLIN PHENOL REAGENT”上用过的，当然这篇文章也就是著名的lowry法定量蛋白的提出篇！随后在很多文献，包括现今新的处理蛋白的文献中也有采用，可见这个方法如何的被青睐！
具体操作方面，不管你用什么4：1的体积比也好，还是摩尔浓度（1M TCA）也好，一般TCA的终浓度在5％－10％（W/V）都可以！我从书上节选了这么样的一段英文，大家可以看看：
We routinely precipitate samples with trichloroacetic acid (TCA) before SDS-PAGE. This concentrates the samples, eliminates a great deal of buffer variability, and denatures proteinases and substrates in a rapid step that does not allow time for extensive artifactual proteolysis. Typically, a final concentration of TCA of 5% (w/v) at 4°C for 10 min will be adequate. The precipitated proteins are recovered by brief centrifugation (10,000g for 1 min, in a benchtop microcentrifuge),and the TCA is poured away. Residual TCA, which would otherwise change the pH of the sample buffer, is removed by repeated gentle washing with acetone or diethyl ether,and after three washes, the protein pellet is redissolved in SDS-PAGE sample buffer.
下面的两篇文献可供参考：
I. Polacheck and E. Cabib, Anal. Biochem. 117, 311 (1981).
2. ENRICO CABIB and ITZHACK POLACHECK,methods in enzymology 104卷，415－416
丙酮干燥时间一定不能太长，否则pellet很难溶的，这是我的经验
我看最简单的是将低浓度蛋白装入合适透析袋用PEG6000-8000包埋，每10min换一次PEG6000-8000,浓缩至微量体积后再用合适缓冲液透析有可能进入的微量小分子PEG，速度很快，我用它作过病毒的浓缩
丙酮沉淀都说会丢失蛋白质，可是还有这么多人用沉淀法！ 1、到底会丢失多少蛋白质？？ 2、为什么会丢失？？？
3、尿素和其他裂解液的成分溶于丙酮吗？？如果跟着沉淀下来，会不会影响上样液中各种成分的浓度，进而影响聚焦？
4、丙酮风干不充分，会影响IEF聚焦吗？？ 5、一般你们沉淀多久？？？最少多久？？？
6、丙酮沉淀真的可以去除离子吗？我的标本同样沉淀，为什么有时电压上不去有时上的去？
1,肯定会丢失蛋白质,具体丢多少取决于样品的种类. 2,有些蛋白质一经沉淀之后难以再溶解. 3,应该不会跟着沉淀下来,至少绝大部分不会. 4,一般5分钟风干足够了,尽量充分.
5,最少2小时以上以沉淀完全,减少丢失的蛋白质。偶常用沉淀过夜。 ６，可去除大部分离子，但还有一小部分会跟着沉淀。
丙酮中可以加ＤＴＴ，也可以不加。
建议还是加,对溶解性有好处.-20度沉淀过夜没问题.
我用丙酮沉淀发酵液的蛋白质，发酵液含有磷酸盐缓存液，用丙酮沉淀后盐含量很高。我做了一个对照试验，将丙酮直接加在一定浓度磷酸盐缓存液中，明显看到白色的沉淀，我感觉丙酮的去盐不好。
谢谢你，我也是因为有些怀疑这个才发帖子的。你都用盐溶液试过了，事实胜于雄辩，看来去盐最多只是一部分。
根据你的提示，回头我试试向裂解液中加丙酮，看看尿素等会不会沉淀下来。
另外，丙酮不是夺取水分，蛋白才会沉淀下来吗？？所以溶于水的成分必然会沉淀下来。这是我的理论上的推测。（供大家讨论丙酮沉淀的原理）
另外我还觉得，如果裂解液的成分跟着沉淀下来，会影响上样液中各种成分的浓度，进而影响聚焦。
所以我觉得沉淀应该考虑裂解液的成分和浓度。（个人观点，供大家讨论） 建议主任给上面观点的朋友加分。
有盐的样品其实用丙酮淀肯定盐也会沉淀下来的，这取决于盐的浓度和蛋白的浓度，理论上蛋白的浓度越高，沉淀损失也越少，而且沉淀的时候最好在低温进行，可以避免蛋白的沉淀，沉淀后也尽快去除丙酮，这样也可以避免蛋白的变性。其实同样条件下也可以用乙醇沉淀，乙醇极性大点，这样可以盐的溶解度也大点，其实不同蛋白其实溶解也不同，例如脂溶性蛋
白在有机溶剂中倒溶解得更好，我觉得要想做好电泳，那还是透析或者凝胶过滤除盐后再浓缩，这样保险点。
0.8ml的样品+0.36ml 1M三氯乙酸，4摄氏度放置10-20分钟，如果效果明显，可以看到絮状沉淀，然后离心，5000rpm，5-10min，时间具体自己掌握，只要沉淀离心下来就好，加1ml丙酮清洗沉淀，除去多余的三氯乙酸，然后干燥，如果觉得沉淀的蛋白不够，可以在加丙酮之前，重复三氯乙酸沉淀步骤。电吹风不需要太长时间，你可以看到沉淀蛋白的颜色变化，其变成粉末状就可以了
我不是老手，但是作拉四年这方面的实验我经常用丙酮沉淀一些sample,方法非常可靠，且简单易用，我看到这方面的书，是国外版的，方法可能大家都知道，但是我想应该注意几个问题：
1，沉淀的时间一般以4个小时以上为好，过夜就更没问题，但是一定要放到冰箱的冷冻室。（着急的话1个小时就可以拉我试过，中间震荡几次） 2，在放置期间要震动混合数次为好。
3，一万转离心5分钟，在恒冷离心机，保持蛋白或酶的活性。
4，去上清后，要真空离心10-15分钟（我看有的人说放置5分钟我看不大可行，如果丙酮残留的话，那没办法点泳，标本沉不下来）。
5， 丙酮对sample的比例是4：1，我想大家都知道，这些仅供参考。具体有多少蛋白损失，我不太清楚，但是我想除非你的sample非常少，否则多加一点就是拉，有时候纯化过量，还得用水去稀释再用于试验。
丙酮沉淀蛋白的机理是：根据库伦定律，溶液介电常数的下降（丙酮25摄氏度时介电常数为21，水为81），造成静电作用力的增强，同时，丙酮与蛋白对水的争夺直接导致水化层的破坏，从而造成蛋白沉降。丙酮造成蛋白变性的原因：常温或升温时，蛋白立体结构展开，丙酮极容易与其中的色氨酸、酪氨酸等氨基酸进行疏水结合导致蛋白变性，所以我们通常预冷丙酮并且低温操作。低浓度的盐不会沉淀，但是通常盐浓度高于0.1molL时，因为介电常数的降低导致盐的溶解度也下降而析出。初始蛋白浓度不易过高，很容易造成共沉淀。
我觉得用丙酮比用TCA要好。TCA酸度太高，离心弃上清以后管壁上面还是有很多酸。加了上样缓冲液以后，很快就变黄了。不得不加0.1的NaOH中和，至少要加几十uL，这样一来样品酸度是降下来了，但是样品的浓度却减低了。不利于点样。
Amersham好像推荐用以下的冬冬 溶解样品。“ 7MUrea, 2MThiourea, 4%(w/v) CHAPS, 40nM Tris-base, 40nM DTT, 2% Pharmalyte Ph 3-10”是配方
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